полимеразная цепная реакция

Реаранжировки генов иммуноглобулинов в опухолевых клетках у пациентов c первичной медиастинальной (тимической) В-крупноклеточной лимфомой

ЛИМФОИДНЫЕ ОПУХОЛИ , , ,

Я.К. Мангасарова, Ю.В. Сидорова, А.У. Магомедова, Б.В. Бидерман, Е.Е. Никулина, А.Б. Судариков, А.М. Ковригина, С.К. Кравченко

ФГБУ «НМИЦ гематологии» Минздрава России, Новый Зыковский пр-д, д. 4а, Москва, Российская Федерация, 125167

Для переписки: Яна Константиновна Мангасарова, канд. мед. наук, Новый Зыковский пр-д, д. 4а, Москва, Российская Федерация, 125167; тел.: +7(926)395-82-52; e-mail: v.k.jana@mail.ru

Для цитирования: Мангасарова Я.К., Сидорова Ю.В., Магомедова А.У. Реаранжировки генов иммуноглобулинов в опухолевых клетках у пациентов c первичной медиастинальной (тимической) В-крупноклеточной лимфомой. Клиническая онкогематология. 2019;12(3):271–7.

doi: 10.21320/2500-2139-2019-12-3-271-277

РЕФЕРАТ

Актуальность. Первичная медиастинальная (тимическая) В-крупноклеточная лимфома (ПМВКЛ) — это злокачественная опухоль, субстратом которой являются крупные атипичные лимфоидные клетки, экспрессирующие маркеры постгерминальной дифференцировки. Реаранжировки генов иммуноглобулинов при ПМВКЛ выявляются в 30–65 % случаев. При этом молекулы иммуноглобулинов не экспрессируются ни на поверхности, ни в цитоплазме опухолевых клеток.

Цель. Оценить частоту В-клеточной клональности по реаранжировкам генов тяжелой/легких цепей иммуноглобулинов; определить стабильность реаранжировок при развитии рецидивов заболевания; изучить спектр реаранжировок и клональную связь с первичной опухолью при метахронном возникновении медиастинальной лимфомы серой зоны.

Материалы и методы. С целью оценить реаранжировки генов тяжелой/легких цепей иммуноглобулинов был выполнен молекулярный анализ 29 первичных биоптатов опухоли и 4 образцов ткани с верифицированными гистологически и иммуногистохимически рецидивами заболевания или метахронным развитием лимфом.

Результаты. В 16 (55,2 %) из 29 случаев выявлена перестройка генов тяжелой цепи иммуноглобулинов, в 7 (24,1 %) — перестройка генов легких цепей, в 6 (20,7 %) — реаранжировок генов тяжелой/легких цепей иммуноглобулинов не обнаружено. На основании анализа генов иммуноглобулинов у 2 пациентов при развитии раннего рецидива заболевания определялся опухолевый клон, идентичный выявленному в дебюте заболевания. У 2 больных, достигших полной ремиссии, констатировано метахронное развитие медиастинальной лимфомы серой зоны, а молекулярно-генетическое исследование выявило смену/исчезновение исходных клональных реаранжировок генов иммуноглобулинов.

Заключение. Общая частота обнаружения В-клеточной клональности при ПМВКЛ составила 79,3 %. Молекулярно-генетические исследования позволяли подтвердить сохранение исходных клональных реаранжировок генов иммуноглобулинов при развитии ранних рецидивов заболевания и опровергнуть клональное родство опухоли при метахронном развитии медиастинальной лимфомы серой зоны.

Ключевые слова: первичная медиастинальная (тимическая) В-крупноклеточная лимфома, реаранжировка генов тяжелой/легких цепей иммуноглобулинов, полимеразная цепная реакция, метахронное развитие лимфомы.

Получено: 2 ноября 2018 г.

Принято в печать: 29 мая 2019 г.

Читать статью в PDF 

ЛИТЕРАТУРА

  1. Evans PA, Pott Ch, Groenen PJ, et al. Significantly improved PCR-based clonality testing in B-cell malignancies by use of multiple immunoglobulin gene targets. Report of the BIOMED-2 Concerted Action BHM4-CT98-3936. Leukemia. 2007;21(2):207–14. doi: 10.1038/sj.leu.2404479.

  2. Мангасарова Я.К., Магомедова А.У., Ковригина А.М. и др. Первичная медиастинальная (тимическая) В-крупноклеточная лимфома: диагностика отдаленных экстрамедиастинальных поражений и возможности лечения. Клиническая онкогематология. 2018;11(3):220–6. doi: 21320/2500-2139-2018-11-3-220-226.

    [Mangasarova YaK, Magomedova AU, Kovrigina AM, et al. Primary Mediastinal (Thymic) Large B-Cell Lymphoma: Diagnostics of Extramediastinal Lesions and Treatment Opportunities. Clinical oncohematology. 2018;11(3):220–6. doi: 10.21320/2500-2139-2018-11-3-220-226. (In Russ)]

  3. Harris NL; The International Lymphoma Study Group. A revised European-American classification of lymphoid neoplasms: a proposal from the International Lymphoma Study Group. Curr Diagn Pathol. 1995;2(1):58–9. doi: 10.1016/S0968-6053(00)80051-4.

  4. Rosenwald A, Wright G, Leroy K, et al. Molecular diagnosis of primary mediastinal B cell lymphoma identifies a clinically favorable subgroup of diffuse large B cell lymphoma related to Hodgkin lymphoma. J Exp Med. 2003;198(6):851–62. doi: 10.1084/jem.20031074.

  5. Pileri SA, Zinzani PL, Gaidano G, et al. Pathobiology of primary mediastinal B-cell lymphoma. Leuk Lymphoma. 2003;44(Suppl 3):S21–6. doi: 10.1080/10428190310001623810.

  6. Loddenkemper C, Anagnostopoulos I, Hummel M, et al. Differential Emu enhancer activity and expression of BOB.1/OBF.1, Oct2, PU.1, and immunoglobulin in reactive B-cell populations, B-cell non-Hodgkin lymphomas, and Hodgkin lymphomas. J Pathol. 2004;202(1):60–9. doi: 10.1002/path.1485.

  7. De Leval L, Ferry JA, Falini B, et al. Expression of bcl-6 and CD10 in primary Mediastinal large B-cell lymphoma: evidence for derivation from germinal center B cells? Am J Surg Pathol. 2001;25(10):1277–82. doi: 10.1097/00000478-200110000-00008.

  8. Rosenquist R, Lindstrom A, Holmberg D, et al. V(H) gene family utilization in different B-cell lymphoma subgroups. Eur J Haematol. 1999;62(2):123–8. doi: 10.1111/j.1600-0609.1999.tb01732.x.

  9. Zhong DR, Ling Q, Shi XH, et al. Comparative study between primary mediastinal B-cell lymphoma and non-mediastinal diffuse large B-cell lymphoma by immunoglobulin gene rearrangement and Epstein-Barr virus infection detection. J Hematop. 2009;2(1):45–9. doi: 1007/s12308-009-0022-3.

  10. Leithauser F, Bauerle M, Quang Huynh M, et al. Isotype-switched immunoglobulin genes with a high load of somatic hypermutation and lack of ongoing mutational activity are prevalent in mediastinal B-cell lymphoma. 2001;98(9):2762–70; doi: 10.1182/blood.v98.9.2762.

  11. Burack WR, Laughlin TS, Friedberg JW, et al. PCR assays detect B-lymphocyte clonality in formalin-fixed, paraffin-embedded specimens of classical Hodgkin lymphoma without microdissection. Am J Clin Pathol. 2010;134(1):104–11. doi: 10.1309/AJCPK6SBE0XOODHB.

  12. Evens AM, Kanakry JA, Sehn LH, et al. Gray zone lymphoma with features intermediate between classical Hodgkin lymphoma and diffuse large B-cell lymphoma: characteristics, outcomes, and prognostication among a large multicenter cohort. Am J Hematol. 2015;90(9):778–83. doi: 10.1002/ajh.24082.

  13. Eberle FC, Salaverria I, Steidl C, et al. Gray zone lymphoma: chromosomal aberrations with immunophenotypic and clinical correlations. Mod Pathol. 2011;24(12):1586–97. doi: 10.1038/modpathol.2011.116.

  14. Dongen JJ, Langerak AW, Bruggemann M, et al. Design and standardization of PCR primers and protocols for detection of clonal immunoglobulin and T-cell receptor gene recombinations in suspect lymphoproliferations: report of the BIOMED-2 Concerted Action BMH4-CT98-3936. Leukemia. 2003;17(12):2257–317. doi: 10.1038/sj.leu.2403202.

Полимеразная цепная реакция в оценке прогноза и мониторинге вирус Эпштейна—Барр-ассоциированной лимфомы Ходжкина

ЛИМФОИДНЫЕ ОПУХОЛИ , ,

Н.А. Катин1, И.В. Жильцов1, В.М. Семенов1, Д.К. Новик2

1 УО «Витебский государственный медицинский университет», пр-т Фрунзе, д. 27, Витебск, Республика Беларусь, 210023

2 ГУ «Республиканский научно-практический центр радиационной медицины и экологии человека», ул. Ильича, д. 290, Гомель, Республика Беларусь, 246040

Для переписки: Иван Викторович Жильцов, д-р мед. наук, профессор, пр-т Фрунзе, д. 27, Витебск, Республика Беларусь, 210023; тел.: +375(29)7104368-93-29; e-mail: zhyltsou@tut.by

Для цитирования: Катин Н.А., Жильцов И.В., Семенов В.М., Новик Д.К. Полимеразная цепная реакция в оценке прогноза и мониторинге вирус Эпштейна—Барр-ассоциированной лимфомы Ходжкина. Клиническая онкогематология. 2018;11(2):182–6.

DOI: 10.21320/2500-2139-2018-11-2-182-186

РЕФЕРАТ

В обзоре представлен анализ 34 статей, посвященных изучению полимеразной цепной реакции (ПЦР) в качестве метода определения ДНК вируса Эпштейна—Барр (ВЭБ) в биологическом материале у пациентов с ВЭБ-ассоциированными онкологическими заболеваниями, включая лимфому Ходжкина (ЛХ). Приводится сравнительный анализ различных методик определения ДНК ВЭБ в биологическом материале. ВЭБ связан с ЛХ в 20–100 % случаев в зависимости от географического региона и ВИЧ-статуса пациента. Для ВЭБ-ассоциированных ЛХ характерен тип латенции II. Установлено, что ВЭБ находится во всех атипичных клетках и может определяться в крови у пациентов с ВЭБ-ассоциированной ЛХ методом ПЦР. Представлены результаты различных исследований, в которых выявление ВЭБ методом ПЦР сравнивается с методами in situ гибридизации и иммуногистохимии при различных ВЭБ-ассоциированных онкологических заболеваниях, включая ЛХ. Полученные данные указывают на возможность использовать ПЦР для количественного определения ДНК ВЭБ в плазме у больных ЛХ при мониторинге эффективности лечения, оценке прогноза течения и развития рецидивов заболевания. Количественное определение ДНК ВЭБ с помощью метода ПЦР в режиме реального времени в плазме у пациентов с ВЭБ-ассоциированной ЛХ является перспективным методом. Для дальнейшего внедрения в практику необходимы стандартизация методики, проведение более крупных исследований, а также сопоставление с позитронно-эмиссионной томографией.

Ключевые слова: вирус Эпштейна—Барр, лимфома Ходжкина, полимеразная цепная реакция.

Получено: 20 декабря 2017 г.

Принято в печать: 28 февраля 2018 г.

Читать статью в PDF 

ЛИТЕРАТУРА

  1. Thorley-Lawson DA. Epstein-Barr virus: exploiting the immune system. Nat Rev Immunol. 2001;1(1):75–82. doi: 10.1038/35095584.
  2. Murata T. Regulation of Epstein-Barr virus reactivation from latency. Microbiol Immunol. 2014;58(6):307–17. doi: 10.1111/1348-0421.12155.
  3. Shannon-Lowe C, Rickinson AB, Bell AI. Epstein–Barr virus-associated lymphomas. Philos Trans R Soc B Biol Sci. 2017;372(1732):20160271.
  4. Young LS, Murray PG. Epstein-Barr virus and oncogenesis: from latent genes to tumours. Oncogene. 2003;22(33):5108–21. doi: 10.1038/sj.onc.1206556.
  5. Rickinson AB, Rowe M, Hart IJ, et al. T-cell-mediated regression of ‘spontaneous’ and of Epstein-Barr virus-induced B-cell transformation in vitro: studies with cyclosporin A. Cell Immunol. 1984;87(2):646–58. doi: 1016/0008-8749(84)90032-7.
  6. Mancao C, Hammerschmidt W. Epstein-Barr virus latent membrane protein 2A is a B-cell receptor mimic and essential for B-cell survival. Blood. 2007;110(10):3715–21. doi: 1182/blood-2007-05-090142.
  7. Massini G, Siemer D, Hohaus S. EBV in Hodgkin Lymphoma. Mediterr J Hematol Infect Dis. 2009;1(2):e2009013. doi: 10.4084/MJHID.2009.013.
  8. Flavell KJ, Murray PG. Hodgkin’s disease and the Epstein-Barr virus. Mol Pathol. 2000;53(5):262–9. doi:1136/mp.53.5.262.
  9. Weinreb M, Day PJ, Niggli F, et al. The role of Epstein-Barr virus in Hodgkin’s disease from different geographical areas. Arch Dis Child. 1996;74(1):27–31. doi: 10.1136/adc.74.1.27.
  10. Gandhi MK, Tellam JT, Khanna R. Epstein-Barr virus-associated Hodgkin’s lymphoma. Br J Haematol. 2004;125(3):267–81. doi: 10.1111/j.1365-2141.2004.04902.x.
  11. Glaser SL, Lin RJ, Stewart SL, et al. Epstein-Barr virus-associated Hodgkin’s disease: epidemiologic characteristics in international data. Int J Cancer. 1997;70(4):375–82. doi: 10.1002/(sici)1097-0215(19970207)70:4<375::aid-ijc1>3.0.co;2-t.
  12. Dolcetti R, Boiocchi M, Gloghini A, et al. Pathogenetic and histogenetic features of HIV-associated Hodgkin’s disease. Eur J Cancer. 2001;37(10):1276–87. doi: 10.1016/S0959-8049(01)00105-8.
  13. Gulley ML, Tang W. Laboratory Assays for Epstein-Barr Virus-Related Disease. J Mol Diagn. 2008;10(4):279–92. doi: 2353/jmoldx.2008.080023.
  14. Maurmann S, Fricke L, Wagner H-J, et al. Molecular parameters for precise diagnosis of asymptomatic Epstein-Barr virus reactivation in healthy carriers. J Clin Microbiol. 2003;41(12):5419–28. doi: 10.1128/jcm.41.12.5419-5428.2003.
  15. Hohaus S, Santangelo R, Giachelia M, et al. The viral load of Epstein-Barr virus (EBV) DNA in peripheral blood predicts for biological and clinical characteristics in Hodgkin lymphoma. Clin Cancer Res. 2011;17(9):2885–92. doi: 10.1158/1078-0432.CCR-10-3327.
  16. Qi Z-L, Han X-Q, Hu J, et al. Comparison of three methods for the detection of Epstein-Barr virus in Hodgkin’s lymphoma in paraffin-embedded tissues. Mol Med Rep. 2013;7(1):89–92. doi: 10.3892/mmr.2012.1163.
  17. Ryan JL, Fan H, Glaser SL, et al. Epstein-Barr virus quantitation by real-time PCR targeting multiple gene segments: a novel approach to screen for the virus in paraffin-embedded tissue and plasma. J Mol Diagn. 2004;6(4):378–85. doi: 1016/S1525-1578(10)60535-1.
  18. Lo YM, Leung SF, Chan LY, et al. Kinetics of plasma Epstein-Barr virus DNA during radiation therapy for nasopharyngeal carcinoma. Cancer Res. 2000;60(9):2351-5.
  19. To EWH, Chan KCA, Leung S-F, et al. Rapid clearance of plasma Epstein-Barr virus DNA after surgical treatment of nasopharyngeal carcinoma. Clin Cancer Res. 2003;9(9):3254–9.
  20. Zhao F, Liu X, Chen X, et al. Levels of plasma Epstein-Barr virus DNA prior and subsequent to treatment predicts the prognosis of nasopharyngeal carcinoma. Oncol Lett. 2015;10(5):2888–94. doi: 3892/ol.2015.3628.
  21. Au W-Y, Pang A, Choy C, et al. Quantification of circulating Epstein-Barr virus (EBV) DNA in the diagnosis and monitoring of natural killer cell and EBV-positive lymphomas in immunocompetent patients. Blood. 2004;104(1):243–9. doi: 1182/blood-2003-12-4197.
  22. Lei KIK, Chan LYS, Chan W-Y, et al. Diagnostic and prognostic implications of circulating cell-free Epstein-Barr virus DNA in natural killer/T-cell lymphoma. Clin Cancer Res. 2002;8(1):29–34.
  23. Hohaus S, Giachelia M, Massini G, et al. Cell-free circulating DNA in Hodgkin’s and non-Hodgkin’s lymphomas. Ann Oncol. 2009;20(8):1408–13. doi: 1093/annonc/mdp006.
  24. Gallagher A, Armstrong AA, MacKenzie J, et al. Detection of Epstein-Barr virus (EBV) genomes in the serum of patients with EBV-associated Hodgkin’s disease. Int J Cancer. 1999;84(4):442–8. doi:1002/(sici)1097-0215(19990820)84:4<442::aid-ijc20>3.0.co;2-j.
  25. Chan KCA, Zhang J, Chan ATC, et al. Molecular characterization of circulating EBV DNA in the plasma of nasopharyngeal carcinoma and lymphoma patients. Cancer Res. 2003;63(9):2028–32.
  26. Lei KIK, Chan LYS, Chan WY, et al. Quantitative analysis of circulating cell-free Epstein-Barr virus (EBV) DNA levels in patients with EBV-associated lymphoid malignancies. Br J Haematol. 2000;111(1):239–46. doi:1111/j.1365-2141.2000.02344.x.
  27. Gandhi MK, Lambley E, Burrows J, et al. Plasma Epstein-Barr virus (EBV) DNA is a biomarker for EBV-positive Hodgkin’s lymphoma. Clin Cancer Res. 2006;12(2):460–4. doi: 1158/1078-0432.CCR-05-2008.
  28. Kanakry JA, Li H, Gellert LL, et al. Plasma Epstein-Barr virus DNA predicts outcome in advanced Hodgkin lymphoma: correlative analysis from a large North American cooperative group trial. Blood. 2013;121(18):3547–53. doi: 1182/blood-2012-09-454694.
  29. Sinha M, Rao CR, Shafiulla M, et al. Plasma Epstein Barr viral load in adult-onset Hodgkin lymphoma in South India. Hematol Oncol Stem Cell Ther. 2016;9(1):8–13. doi: 10.1016/j.hemonc.2015.11.004.
  30. Spacek M, Hubacek P, Markova J, et al. Plasma EBV-DNA monitoring in Epstein-Barr virus-positive Hodgkin lymphoma patients. APMIS. 2011;119(1):10–6. doi: 1111/j.1600-0463.2010.02685.x.
  31. Welch JJG, Schwartz CL, Higman M, et al. Epstein-Barr virus DNA in serum as an early prognostic marker in children and adolescents with Hodgkin lymphoma. Blood Adv. 2017;1(11):681–4. doi: 1182/bloodadvances.2016002618.
  32. De Paoli P, Pratesi C, Bortolin MT. The Epstein Barr virus DNA levels as a tumor marker in EBV-associated cancers. J Cancer Res Clin Oncol. 2007;133(11):809–15. doi: 1007/s00432-007-0281-2.
  33. Le Q-T, Jones CD, Yau T-K, et al. A Comparison Study of Different PCR Assays in Measuring Circulating Plasma Epstein-Barr Virus DNA Levels in Patients with Nasopharyngeal Carcinoma. Clin Cancer Res. 2005;11(16):5700–7. doi: 1158/1078-0432.CCR-05-0648.
  34. Bortolin MT, Pratesi C, Dolcetti R, et al. Clinical value of Epstein–Barr virus DNA levels in peripheral blood samples of Italian patients with undifferentiated carcinoma of nasopharyngeal type. Cancer Lett. 2006;233(2):247–54. doi: 10.1016/j.canlet.2005.03.015.